Praca magisterska z weterynarii to nie to samo co praca z biologii, medycyny ani zootechniki – choć każda z tych dziedzin ma z nią część wspólną. Masz tu do czynienia ze specyficzną metodologią badań, własnymi bazami danych, odrębnymi regulacjami etycznymi i całą warstwą terminologii klinicznej oraz laboratoryjnej, której nie znajdziesz w żadnym podręczniku pisania prac akademickich. Ten artykuł tłumaczy, jak przez to przejść krok po kroku.
Czym różni się praca magisterska z weterynarii od pracy medycznej
Zanim zaczniesz pisać, warto wiedzieć, z czym mierzysz się od strony formalnej i merytorycznej. Weterynaria to kierunek jednolity magisterski, więc praca dyplomowa to jednocześnie praca licencjacka i magisterska w jednym – ma 5 lat za sobą, a promotor i recenzent oceniają ją surowo.
Na pierwszy rzut oka różnica wygląda głównie gatunkowo – ale to tylko część odpowiedzi. Praca z weterynarii wymaga jednoczesnego poruszania się w kilku obszarach: fizjologii porównawczej (bo normy dla psa, kota, bydła, świni i konia różnią się zasadniczo), prawie weterynaryjnym, a nie prawie medycznym, oraz metodologii, która uwzględnia specyfikę populacji zwierząt jako obiektów badań.
W medycynie humańskiej zgoda bioetyczna dotyczy pacjenta. W weterynarii zgody udziela Lokalna Komisja Etyczna ds. Doświadczeń na Zwierzętach – i to ona, nie uczelniana komisja bioetyczna, jest właściwym ciałem dla Twojej pracy. Podstawą prawną jest dyrektywa 2010/63/UE (o ochronie zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych) oraz polska Ustawa o ochronie zwierząt (Dz.U. 1997 nr 111 poz. 724 ze zm.). Jeśli Twoje badania obejmują eksperyment na zwierzętach – tzn. jakąkolwiek procedurę, która może powodować ból, stres lub trwałe zmiany – musisz mieć tę zgodę przed rozpoczęciem, nie po.
Praca medyczna korzysta z MeSH (Medical Subject Headings). Praca weterynaryjna – z VeSH (Veterinary Subject Headings), które są osobną gałęzią indeksowania w PubMed. To ma znaczenie przy wyszukiwaniu literatury: szukasz innych terminów i trafiasz do innych czasopism.
Różnica jest też finansowa i organizacyjna. Badania kliniczne w weterynarii często wymagają współpracy z przychodnią lub kliniką weterynaryjną, lecznicą dla zwierząt gospodarskich albo zakładem ubojowym. Musisz to ustalić na początku, bo bez dostępu do zwierząt nie masz materiału badawczego.
Jak wybrać temat i sformułować cel pracy
Dobry temat pracy weterynaryjnej łączy trzy rzeczy: dostępność materiału badawczego, zainteresowania promotora i Twoje możliwości techniczne. Czwarty czynnik, o którym rzadko się mówi, to czas – praca z hodowlą bakterii lub sekwencjonowaniem NGS trwa inaczej niż analiza retrospektywna dokumentacji klinicznej. Oceń to realnie przed złożeniem deklaracji tematu.
Zacznij od rozmowy z promotorem o tym, jakie zwierzęta i jakie przypadki są dostępne w klinice. Praca oparta na analizie retrospektywnej przypadków klinicznych (case series) jest często łatwiejsza logistycznie niż badanie prospektywne, bo materiał już istnieje w dokumentacji. Praca epidemiologiczna bazująca na danych z rejestrów (np. GIW – Główny Inspektorat Weterynarii) to kolejna opcja, szczególnie dla osób zainteresowanych zdrowiem publicznym.
Cel pracy sformułuj operacyjnie. Nie „zbadanie wpływu diety na zdrowie psów”, ale „ocena wybranych parametrów hematologicznych i biochemicznych u psów z przewlekłą chorobą nerek leczonych dietą nerkową przez 12 tygodni”. Każde słowo w tym sformułowaniu coś znaczy: są parametry (konkretne, wymienisz je w metodach), jest grupa (psy z CKD), jest interwencja (dieta nerkowa) i jest czas obserwacji. Taki cel prowadzi bezpośrednio do hipotezy badawczej i dalej do projektu metodologicznego.
Temat z zoohigieny dotyczy warunków utrzymania zwierząt, parametrów mikroklimatycznych i dobrostanu. Tu naturalnym materiałem są fermy, obory, chlewnie, kurniki. Jeśli masz dostęp do takiego obiektu, możesz łączyć pomiary środowiskowe ze wskaźnikami zdrowotności stada.
Metodologia badań weterynaryjnych
Badania kliniczne na zwierzętach – zasady etyczne
Każde badanie kliniczne na zwierzętach podlega ocenie komisji etycznej. Komisja weryfikuje, czy liczba zwierząt jest uzasadniona (zasada 3R: Replacement – zastąpienie, Reduction – redukcja, Refinement – udoskonalenie), czy procedury są niezbędne i czy planowane jest minimalizowanie bólu i stresu.
We wniosku do komisji musisz opisać: cel naukowy, gatunki i liczbę zwierząt, metody uśmiercania (jeśli dotyczy), kwalifikacje osoby przeprowadzającej doświadczenia oraz plan monitorowania dobrostanu. Komisja może wymagać pilotażu lub ograniczyć liczebność grup. Nie licz na to, że zgoda przyjdzie w tydzień – procedura trwa od 4 do 8 tygodni.
Przy badaniach obserwacyjnych i retrospektywnych sytuacja jest prostsza. Analiza dokumentacji pacjentów klinicznych lub danych produkcyjnych ferm nie wymaga zgody komisji etycznej, ale może wymagać zgody właściciela zwierząt lub zakładu na wykorzystanie danych.
Diagnostyka laboratoryjna
Diagnostyka laboratoryjna w weterynarii opiera się na tych samych zasadach co medyczna, ale zakresy referencyjne różnią się gatunkowo. Musisz to uwzględnić w każdej tabeli i każdym odwołaniu do normy.
Morfologia krwi (CBC – Complete Blood Count) obejmuje: RBC (erytrocyty), WBC (leukocyty z rozmazem), Hgb (hemoglobinę), Hct (hematokryt) i PLT (płytki krwi). Przykładowe wartości referencyjne dla psa: RBC 5,5-8,5 x10^6/µl, WBC 6,0-17,0 x10^3/µl, Hgb 12-18 g/dl, Hct 37-55%, PLT 200-900 x10^3/µl. Dla kota: RBC 5,0-10,0 x10^6/µl, WBC 5,5-19,5 x10^3/µl, Hgb 8-15 g/dl, Hct 24-45%, PLT 300-800 x10^3/µl. Wartości te różnią się laboratoryjnie – zawsze podaj zakres referencyjny laboratorium, które wykonywało analizę.
Biochemia surowicy: ALT/GPT (alanaminotransferaza – marker uszkodzenia wątroby), norma dla psa 10-100 U/l, kota 10-100 U/l; AST/GOT (asparaginianaminotransferaza), norma pies 0-50 U/l; kreatynina (marker filtracji kłębuszkowej) pies 0,5-1,5 mg/dl, kot 0,8-2,4 mg/dl; mocznik pies 7-28 mg/dl, kot 15-60 mg/dl. Fosfor (P) pies 2,5-6,0 mg/dl, wapń (Ca) pies 9,0-11,5 mg/dl. Albuminy pies 2,3-3,8 g/dl. Lipaza pies 13-200 U/l. Amylaza pies 200-1200 U/l.
Elektrolity: sód (Na+) pies 141-156 mmol/l, potas (K+) pies 3,6-5,8 mmol/l, chlorki (Cl-) pies 105-122 mmol/l. Każde odchylenie od normy opatrz interpretacją kliniczną – sama liczba bez kontekstu nie wnosi nic.
Mikrobiologia weterynaryjna korzysta ze standardowych podłoży hodowlanych. Columbia Blood Agar (CBA) to podłoże bogate, niselektywne, stosowane do izolacji większości drobnoustrojów wymagających krwi. MacConkey Agar to podłoże selektywno-różnicujące dla Enterobacteriaceae – pozwala odróżnić szczepy laktozo-dodatnie (różowe, np. E. coli) od laktozo-ujemnych (bezbarwne, np. Salmonella). Wybór podłoża opisz szczegółowo w rozdziale metodycznym.
Antybiogram to ocena wrażliwości na antybiotyki metodą dyfuzyjno-krążkową (Kirby-Bauer) lub oznaczenie MIC (Minimum Inhibitory Concentration). W weterynarii obowiązują kryteria EUCAST dla patogenów zwierzęcych – pamiętaj, że nie wszystkie kryteria dla człowieka przenoszą się wprost na weterynarię. MRSA (methicillin-resistant Staphylococcus aureus) i MRSP (methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius, dominujący u psów i kotów) wymagają osobnego omówienia: MRSP jest oporny na wszystkie beta-laktamy, a jego identyfikacja wymaga wykrycia genu mecA metodą PCR lub testu na penicylinazę.
PCR diagnostyczny pozwala wykryć materiał genetyczny patogenu bezpośrednio z próbki klinicznej, bez konieczności hodowli. Opisz w metodach: rodzaj użytej polimerazy, sekwencje starterów lub numer zestawu diagnostycznego, program termocyklera i sposób interpretacji wyników (agaroza, densytometria lub qPCR z wartością Ct). Next Generation Sequencing (NGS) w identyfikacji patogenów weterynaryjnych wchodzi do praktyki klinicznej – metagenomika całego genomu (WGS) pozwala nie tylko zidentyfikować drobnoustrój, ale też odtworzyć profil oporności na antybiotyki. Jeśli Twoja praca korzysta z NGS, opisz platformę sekwencjonowania (Illumina, Oxford Nanopore), oprogramowanie do analizy (np. Kraken2, QIIME 2) i bazy referencyjne.
Diagnostyka laboratoryjna – anatomopatologia
Sekcja zwłok (nekropsja) to jeden z fundamentów diagnostyki weterynaryjnej. Jej wyniki stanowią często punkt wyjścia do dalszych badań laboratoryjnych. Opis protokołu nekropsji musi obejmować: system narządowy (kolejność otwierania, pobranie próbek do histopatologii i bakteriologii), warunki przechowywania próbek (formalina 10% dla histopatologii, jałowe pojemniki dla mikrobiologii) i czas do utrwalenia.
Histopatologia standardowo korzysta z barwienia HE (hematoksylina-eozyna) – barwienie podstawowe, ocena struktury tkankowej. Barwienie PAS (kwas nadjodowy – odczynnik Schiffa) wykrywa polisacharydy i glikoproteiny, przydatne w diagnostyce zmian grzybiczych i glikogenozy. Masson trichrome wybarwia włókna kolagenowe (niebieskie) – niezbędne przy ocenie włóknienia. IHC (immunohistochemia) pozwala zidentyfikować antygeny specyficzne dla patogenów lub markerów nowotworowych za pomocą przeciwciał monoklonalnych.
Intensywność zmian histopatologicznych oceniaj w skali 0-4 (0 = brak zmian, 1 = minimalne, 2 = łagodne, 3 = umiarkowane, 4 = nasilone), zgodnie z terminologią EAAP (European Association of Animal Pathologists). Ta skala musi być opisana w metodach i konsekwentnie stosowana przez całą pracę – najlepiej przez dwóch niezależnych oceniających, co pozwoli obliczyć zgodność (współczynnik kappa).
Badania epidemiologiczne w weterynarii
Epidemiologia weterynaryjna bada rozkład i uwarunkowania chorób w populacjach zwierząt. Możesz pracować na danych z fermy, rejonu (powiatowy lekarz weterynarii), kraju (GIW) lub danych europejskich (EFSA, OIE).
Badanie kohortowe śledzi grupę zwierząt w czasie – np. lochy od prośności do odsadzenia prosiąt. Badanie kliniczno-kontrolne porównuje zwierzęta chore z grupą kontrolną – dobierasz pary pod względem wieku, płci, rasy i systemu utrzymania. Badanie przekrojowe robi zdjęcie populacji w jednym momencie – np. badanie przesiewowe krów w kierunku BRD (bovine respiratory disease) w jesiennym sezonie.
Przy analizie danych epidemiologicznych kluczowe wskaźniki to: zapadalność (incidence rate, nowych przypadków na jednostkę czasu i populacji), chorobowość (prevalence, odsetek chorych w danym momencie), śmiertelność (case fatality rate) i względne ryzyko (relative risk, RR) albo iloraz szans (odds ratio, OR) dla badań kliniczno-kontrolnych. Każdy z tych wskaźników wylicz z przedziałem ufności 95%.
Dane z ferm wymagają uwzględnienia efektu klasy (cluster effect) – zwierzęta z tej samej fermy nie są obserwacjami niezależnymi. Do analizy danych klastrowanych stosuje się mieszane modele liniowe (mixed models) lub hierarchiczne modele logistyczne, gdzie ferma jest czynnikiem losowym. Ignorowanie tego efektu zawyża istotność statystyczną i jest jednym z częstszych błędów metodologicznych w pracach epidemiologicznych.
Wyślij fragment tekstu, bezpłatną wycenę otrzymasz w 24 h. Poprawki bez limitu w cenie usługi.
Dobrostan zwierząt – jak go opisać i ocenić
Dobrostan zwierząt (animal welfare) w pracach naukowych ocenia się według ustandaryzowanych protokołów. Nie wystarczy napisać „zwierzęta były utrzymywane w dobrych warunkach” – musisz użyć konkretnych narzędzi i powołać się na uznane standardy.
Podstawą konceptualną są Pięć Wolności (Five Freedoms), sformułowanych przez FAWC (Farm Animal Welfare Council) w 1979 roku: wolność od głodu i pragnienia, wolność od dyskomfortu, wolność od bólu, urazów i chorób, wolność do wyrażania normalnego zachowania oraz wolność od strachu i stresu. Ten model jest punktem wyjścia dla wszystkich późniejszych protokołów oceny dobrostanu.
Welfare Quality protocol to ustandaryzowany system oceny dobrostanu dla bydła, świń i drobiu. Obejmuje 12 kryteriów pogrupowanych w 4 zasady (żywienie, zakwaterowanie, zdrowie, zachowanie) i daje wynik syntetyczny dla całego stada lub fermy. Jeśli korzystasz z tego protokołu, opisz, które wskaźniki mierzyłeś, jak je zbierałeś i jak obliczałeś wynik sumaryczny.
Animal Welfare Indicators (AWIN) to protokoły dla konkretnych gatunków: konie, owce, kozy, indyki. Każdy protocol AWIN ma zestandaryzowane wskaźniki oparte na obserwacji zwierzęcia (animal-based indicators) – nie tylko na warunkach utrzymania (resource-based). Różnica jest istotna: możesz mieć fermy spełniające wymogi rozporządzenia, a mimo to zwierzęta wykazujące oznaki cierpienia.
BCS (Body Condition Score) to ocena otłuszczenia ciała na podstawie badania palpacyjnego i wzrokowego. Dla bydła stosuje się skalę 1-9 (1 = wynędznienie, 9 = otyłość), dla psów i kotów skalę 1-5 (1 = kacheksja, 5 = otyłość). Przy bydle ocena BCS poniżej 2,5 w szczycie laktacji lub powyżej 4,0 w zasuszeniu to sygnał ostrzegawczy.
Lameness scoring, czyli ocena kulawizny, stosuje się głównie u bydła i świń. Skala Sprechera (1993, dla bydła) ocenia lokomocję od 1 (prawidłowy) do 5 (poważna kulawizna, zwierzę nie nadaje się do chodu). Krowy z oceną 3 lub wyższą wymagają interwencji – to wskaźnik dobrostanu i jednocześnie marker zdrowia kończyn.
Zoohigiena obejmuje pomiary parametrów mikroklimatycznych w budynkach inwentarskich. Temperatura powietrza, wilgotność względna i stężenie gazów to podstawowe wskaźniki. Stężenie amoniaku (NH3) powinno być poniżej 20 ppm w chlewni (dyrektywa 2008/120/WE dla świń) i poniżej 10 ppm w kurniku (dyrektywa 1999/74/WE dla kur niosek). Siarkowodór (H2S) nie powinien przekraczać 5 ppm. CO2 przy stężeniu powyżej 3000 ppm sygnalizuje niedostateczną wentylację. Normy szczegółowe reguluje Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi w sprawie minimalnych warunków utrzymywania zwierząt.
Jak opisać wyniki i analizę statystyczną
Wyniki w pracy weterynaryjnej prezentuj w tabelach i rycinach, ale zawsze z opisem tekstowym. Tabela bez komentarza jest tylko zbiorem liczb. Powiedz, co z niej wynika – co jest istotne statystycznie, w jakim kierunku, i jak to interpretować klinicznie.
Przed wyborem testu statystycznego sprawdź rozkład danych. Test Shapiro-Wilka lub Kolmogorova-Smirnova powie Ci, czy możesz stosować testy parametryczne. Jeśli dane mają rozkład normalny i masz co najmniej trzy grupy porównawcze – ANOVA jednoczynnikowa to właściwe narzędzie. Po stwierdzeniu istotności w ANOVA wykonaj test post-hoc Tukey HSD, który porównuje pary grup i uwzględnia korektę na wielokrotne testowanie.
Dane kategoryczne (np. odsetek zwierząt z odchyleniami od normy w różnych grupach) analizuj testem chi-kwadrat (chi²). Wymagania: liczebność oczekiwana w każdej komórce tabeli >= 5. Przy małych liczebnościach stosuj poprawkę Yatesa lub dokładny test Fishera.
Krzywa ROC (Receiver Operating Characteristic) to narzędzie do oceny przydatności diagnostycznej testu – np. czy oznaczenie konkretnego biomarkera pozwala rozróżnić zwierzęta chore od zdrowych. AUC (Area Under Curve) poniżej 0,7 to słaby test, 0,7-0,9 to dobry, powyżej 0,9 to bardzo dobry. Podaj czułość (sensitivity) i swoistość (specificity) dla optymalnego punktu odcięcia (cut-off).
Współczynnik kappa Cohena mierzy zgodność między dwoma oceniającymi (np. dwoma patolodzy oceniającymi te same preparaty histopatologiczne). Kappa 0,61-0,80 to dobra zgodność, powyżej 0,80 to bardzo dobra. Jeśli kappa jest niska, musisz to omówić jako ograniczenie pracy.
Wszystkie testy statystyczne przeprowadź w programie, który możesz wskazać w metodach: R (bezpłatny, akademicki standard), IBM SPSS Statistics, Statistica lub GraphPad Prism. Podaj wersję oprogramowania. Poziom istotności przyjmij p < 0,05 (dwustronny), jeśli promotor nie wskazał inaczej.
W dyskusji nie powtarzaj wyników – interpretuj je. Odnieś swoje obserwacje do danych z literatury. Jeśli Twoje wyniki są sprzeczne z wcześniejszymi pracami, zaproponuj wyjaśnienie (inne gatunki, inne warunki środowiskowe, mniejsza próba, różnice metodologiczne).
Ograniczenia pracy opisz oddzielnie – to nie słabość, to oznaka rzetelności. Małe n (liczebność grupy), brak grupy kontrolnej, jednocentryczność badania, brak randomizacji, przekrojowy charakter badania – każde z tych ograniczeń wpływa na możliwość uogólniania wyników. Dobry recenzent to widzi i zapyta o to na obronie, więc lepiej żebyś Ty to nazwał jako pierwszy.
Źródła i literatura fachowa
Weterynaria ma swoje własne kanały piśmiennicze i nie wystarczy szukać tylko w Google Scholar.
PubMed to główna baza, ale przeszukuj ją przez Veterinary Subject Headings (VeSH), nie tylko przez wolne słowa kluczowe. Zamiast „dog kidney disease” użyj MeSH term „Kidney Diseases/veterinary”. Web of Science daje dostęp do cytowań i pozwala ocenić impact factor czasopism.
Najważniejsze czasopisma dla Twojej pracy to: Journal of Veterinary Internal Medicine (JVIM, impact factor ok. 3,3), Veterinary Journal, Journal of Small Animal Practice, Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, Preventive Veterinary Medicine (dla epidemiologii i zoohigieny). Dla prac polskich i regionalnych: PJVS (Polish Journal of Veterinary Sciences) – recenzowane, indeksowane w Web of Science.
PIWet-PIB (Państwowy Instytut Weterynaryjny – Panstwowy Instytut Badawczy) w Pulawach to krajowa referencja dla diagnostyki i regulacji. Raporty PIWet dotyczące oporności na antybiotyki (EARS-Vet), monitoringu chorób zakaźnych i wyników badań laboratoryjnych to wartościowe źródła dla prac epidemiologicznych. Strona: www.piwet.pulawy.pl.
EFSA (European Food Safety Authority) publikuje raporty naukowe dotyczące dobrostanu zwierząt, bezpieczeństwa żywności i chorób zoonozowych. OIE (WOAH – World Organisation for Animal Health) to źródło dla standardów zdrowia zwierząt i regulacji międzynarodowych.
Przy cytowaniu literatury w stylu Vancouver (najczęściej stosowanym w naukach medyczno-weterynaryjnych) każde źródło numerujesz w kolejności cytowania w tekście. W stylu APA podajesz autora i rok w nawiasie. Ustal ze swoim promotorem, którego systemu wymagają wytyczne uczelni.
Sprawdź każde cytowane czasopismo na liście MNISW (Ministerstwa Nauki i Szkolnictwa Wyższego) – niektóre uczelnie wymagają minimalnej punktacji czasopism. JVIM to 100 punktów, wiele regionalnych czasopism weterynaryjnych – 20-40 punktów.
Zarządzanie bibliografią uprość od początku. Zotero (bezpłatny) to standard akademicki – importuje metadane z PubMed jednym kliknięciem (przez DOI lub PubMed ID), generuje bibliografię w dowolnym stylu i synchronizuje między komputerami. Jeśli zbudujesz bibliotekę na bieżąco w czasie pisania, unikniesz panicznego szukania pełnych danych bibliograficznych tydzień przed oddaniem pracy.
Uważaj na podwójne cytowanie tłumaczeń i recenzji. Cytuj źródło pierwotne, nie opracowanie, które je streszcza. „Według Kowalskiego (2018, cyt. za Nowak 2022)” to słaba praktyka – jeśli nie czytałeś Kowalskiego, nie cytuj go, albo przeczytaj oryginał.
FAQ
Czy praca magisterska z weterynarii musi zawierać własne badania, czy mogę zrobić przegląd literatury?
To zależy od wymagań uczelni i promotora. Na większości polskich uczelni weterynaryjnych (SGGW, UWM, UP Lublin, UP Wrocław) praca magisterska powinna zawierać element badawczy. Może to być analiza retrospektywna danych klinicznych, badanie dobrostanu na fermie lub analiza epidemiologiczna danych z rejestru – nie musisz przeprowadzać pełnego eksperymentu laboratoryjnego. Przegląd systematyczny literatury (systematic review) z metaanalizą jest akceptowany na niektórych uczelniach, ale zapytaj promotora wprost na początku pracy, bo te wymagania różnią się nawet między wydziałami tej samej uczelni.
Jak długo trwa uzyskanie zgody komisji etycznej i kiedy złożyć wniosek?
Komisja etyczna ds. doświadczeń na zwierzętach zbiera się zazwyczaj raz na 4-6 tygodni. Czas od złożenia kompletnego wniosku do decyzji to 4-8 tygodni, a przy uwagach komisji może się przedłużyć. Złóż wniosek najpóźniej 3 miesiące przed planowanym rozpoczęciem badań. Zacznij zbierać dokumenty od pierwszego spotkania z promotorem. Brak zgody komisji blokuje całe badanie – nie możesz zbierać danych retrospektywnie i przedstawiać ich jako dokonanych bez zgody.
Jakie wartości referencyjne stosować w tabeli wyników – laboratorium czy literatura?
Podaj obie. W metodach napisz, które laboratorium wykonywało analizę i jakie są jego zakresy referencyjne (każde laboratorium podaje własne). W dyskusji możesz odwołać się do wartości z literatury i porównać z wynikami swojej grupy. Nigdy nie stosuj jednej wartości referencyjnej dla różnych gatunków – pies, kot, bydło, owca i koń mają inne normy dla każdego parametru. Jeśli badasz koty i psy w jednej pracy, miej osobne kolumny lub tabele.
Czy mogę korzystać z baz weterynaryjnych, do których mój uczelniany serwis biblioteczny nie ma dostępu?
Tak, masz kilka opcji. Wiele artykułów z JVIM, Veterinary Journal i Preventive Veterinary Medicine jest dostępnych na PubMed Central jako open access. Możesz też korzystać z Unpaywall (wtyczka do przeglądarki), która automatycznie szuka legalnych wersji open access artykułów. Gdy artykuł jest tylko za paywall – napisz bezpośrednio do autora korespondencyjnego (adres email jest przy artykule), większość badaczy odpowiada i przesyła preprint lub pełny tekst. Sci-Hub to temat prawnie skomplikowany – zapytaj promotora o stanowisko uczelni. PJVS (Polish Journal of Veterinary Sciences) jest w pełni open access.
